Oxidationsfermentationstest an Bakterien, um herauszufinden, inwieweit sie Glukose verwenden kann (mit Abbildung)

Oxidationsfermentationstest an Bakterien, um herauszufinden, ob sie Glukose aerob (oxidativ) oder anaerob (fermentativ) verwerten kann!

Prinzip:

Einige Bakterien können Glukose verwerten. Einige von ihnen nutzen es nur in Gegenwart von Sauerstoff (Ochsen datativ oder aerob), während die anderen neben aerobischer Verwendung es auch in Abwesenheit von Sauerstoff (fermentativ oder anaerob) nutzen können.

Daher muss ein Bakterium, das Glukose fermentieren kann, es oxidieren können, aber ein Bakterium, das Glukose oxidieren kann, kann es nicht fermentieren. Wenn Glucose in irgendeiner Weise verwendet wird, wird Säure erzeugt, die den pH-Wert verringert und die Farbe von Bromcresol-Purpur von Purpur zu Gelb ändert.

Beim Oxidationsfermentationstest (O / F-Test) werden die Testbakterien in halbfesten Agaröhrchen, die Glukose und Bromcresolpurpur enthalten, getrennt aerob und anaerob gezogen. Wenn die Bakterien Glukose verwerten können, ändert sich die Farbe des Mediums von Purpur zu Gelb. Wenn es Glucose aerob verwendet, ist es oxidativ und wenn es anaerob verwendet wird, ist es fermentativ.

Erforderliche Materialien:

Reagenzgläser, Erlenmeyerkolben, Wattestopfen, Impföse, Autoklav, Bunsenbrenner, Laminar-Flow-Kammer, Entsorgungsglas, Inkubator, Hugh-Leif-son-Glukose-Brühe, flüssiges Paraffin, isolierte Kolonien oder Reinkulturen von Bakterien.

Verfahren:

1. Die Bestandteile von Hugh-Leifson-Glucose-Brühe-Medium (HLGB) (die Glukose und Bromcresol-Purpur als Hauptbestandteile enthält) oder dessen gebrauchsfertiges Pulver, das für 100 ml Brühe erforderlich ist, werden abgewogen und in 100 ml destilliertem Wasser in einer Lösung gelöst 250 ml Erlenmeyerkolben durch Schütteln und Verwirbeln (Abbildung 7.9).

2. Sein pH-Wert wird unter Verwendung eines pH-Papiers oder eines pH-Meters bestimmt und unter Verwendung von 0, 1 N HCl auf 0, 1 eingestellt, wenn weniger als 0, 1 N NaOH verwendet wird.

3. Nach dem Einstellen des pH-Werts wird Agar zugegeben. Hier wird weniger Agar verwendet, um ein halbfestes Medium zu erhalten, um das Stechen zu erleichtern.

4. Der Kolben wird erhitzt, um den Agar vollständig in dem Medium aufzulösen.

5. Bevor es sich verfestigt, wird das Medium in warmem geschmolzenem Zustand in zwei Reagenzglassätze (jeweils etwa 5 ml) verteilt. Jeder Satz hat fünf Reagenzgläser.

6. Die Reagenzgläser sind mit Baumwolle verstopft, mit Bastelpapier bedeckt und mit Faden oder Gummiband gebunden.

7. Die Bouillonröhrchen werden 15 Minuten bei 121 ° C (15 psi Druck) in einem Autoklaven sterilisiert.

8. Man lässt die Bouillonröhrchen auf Raumtemperatur abkühlen.

9. Flüssiges Paraffin wird durch Erhitzen bei 180 ° C für 3 Stunden in einem Heißluftofen sterilisiert.

10. Die Testbakterien werden aseptisch, vorzugsweise in einer Laminar-Flow-Kammer, in alle sterilisierten halbfesten Bouillonröhrchen durch Einstechen mit Hilfe einer flammsterilisierten Impfschleife geimpft. Die Schlaufe wird nach jeder Impfung sterilisiert.

11. Das sterilisierte flüssige Paraffin wird vorsichtig aseptisch in einen Satz inokulierter Röhrchen (ca. 1 cm hoch auf dem Medium) gegossen, um anaerobe Bedingungen bereitzustellen.

12. Alle inokulierten Bouillonröhrchen werden 24 Stunden bei 37 ° C in einem Inkubator inkubiert.

Beobachtungen:

Die Farbe wechselt in beiden Röhrchen von violett nach gelb: Fermentativ.

Farbänderungen nur bei Tuben ohne Paraffin: Oxidativ.

Keine Farbveränderung in einem Röhrchen: Bakterien können Glukose nicht verwenden.