Nitratreduktionstest an Bakterien zur Ermittlung der Fähigkeit, Nitrate zu reduzieren

Lesen Sie diesen Artikel, um mehr über die Leistung des Nitratreduktionstests an Bakterien zu erfahren, um herauszufinden, wie sie Nitrate reduzieren können!

Prinzip:

Einige Bakterien haben die Fähigkeit, Nitrate zu reduzieren, da sie das Enzym "Nitratreduktase" produzieren können.

Dieses Enzym reduziert in Gegenwart eines geeigneten Elektronendonors Nitrate (N0 ₃ ^- ) zu Nitriten (N0 ₂ ^- ). Die Anwesenheit von N0 ₂ ^- wird durch Sulfanilsäure und a-Naphthylamin angezeigt, die die Farbe in Rot ändern.

In dem Nitratreduktionstest werden die Testbakterien in einer Nährlösung gezüchtet, die Nitrat (N0 ₃ ^- ) enthält. Wenn die Bakterien die Fähigkeit haben, Nitrate zu reduzieren, erhält die Brühe nach Zugabe von Sulfanilsäure und α-Naphthylamin eine rote Farbe.

Wenn keine rote Farbe erzeugt wird, bedeutet dies, dass entweder N0 ₃ ^- durch die Bakterien überhaupt nicht reduziert wird oder die Bakterien ein hochwirksames Nitratreduktase-Enzym produzieren, das N0 ₃ ^- über N0 ₂ ^- schnell zu NH ₃ und N ₂ reduziert. Um dies zu bestätigen, wird eine kleine Menge Zinkstaub hinzugefügt, wodurch NO ₃ ^-, falls in dem Medium verfügbar, zu N0 ₂ ^- reduziert wird, wodurch eine rote Farbe entsteht.

Wenn also rote Farbe erzeugt wird, zeigt dies an, dass N0 ₃ ^- unverändert im Medium vorhanden ist und die Bakterien nicht die Fähigkeit haben, Nitrate zu reduzieren. Wenn keine rote Farbe erzeugt wird, zeigt dies an, dass das N0 ₃ ^- über N0 ₂ ^- zu NH ₃ und N ₂ reduziert wurde und die Bakterien die Fähigkeit haben, Nitrate zu reduzieren.

Erforderliche Materialien:

Reagenzgläser, Erlenmeyerkolben, Wattestopfen, Impföse, Autoklav, Bunsenbrenner, Laminar-Flow-Kammer, Entsorgungsgefäß, Inkubator, Nitratbrühe, Zinkstaub, Nitratreagenzlösung A, Nitratreagenzlösung B, isolierte Kolonien oder reine Bakterienkulturen.

Verfahren:

1. Die Bestandteile von Nitratbrühenmedium (das Nitrat als Hauptbestandteil enthält) oder dessen gebrauchsfertiges Pulver, das für 100 ml Brühe erforderlich ist, werden abgewogen und in 100 ml destilliertem Wasser in einem 250 ml Erlenmeyerkolben durch Schütteln und Verwirbeln gelöst ( Abbildung 7.10).

2. Sein pH-Wert wird unter Verwendung eines pH-Papiers oder eines pH-Meters bestimmt und mit 0, 1 N HCl auf 7, 2 eingestellt, wenn der pH-Wert höher ist, oder mit 0, 1 N NaOH, wenn es weniger ist. Der Kolben wird gegebenenfalls erhitzt, um die Bestandteile vollständig aufzulösen.

3. Die Brühe wird in fünf Reagenzgläser (je ca. 10 ml) verteilt, mit Watte verstopft, mit Bastelpapier abgedeckt und mit Faden oder Gummiband gefesselt.

4. Die Bouillonröhrchen werden 15 Minuten bei 121 ° C (15 psi Druck) in einem Autoklaven sterilisiert.

5. Man lässt die Bouillonröhrchen auf Raumtemperatur abkühlen.

6. Die Testbakterien werden aseptisch, vorzugsweise in einer Kammer mit laminarer Strömung, in die Brühe mit Hilfe einer über Bunsenflamme sterilisierten Impfschleife inokuliert. Die Schlaufe wird nach jeder Impfung sterilisiert.

7. Die inokulierten Bouillonröhrchen werden 48 Stunden in einem Inkubator bei 37 ° C inkubiert.

8. Jeweils 0, 5 ml der Nitratreagenzlösung A (enthaltend Sulfanilsäure) und der Nitratreagenzlösung B (enthaltend a-Naphthylamin) werden in jedes Teströhrchen gegeben, gut geschüttelt und nach 15 Minuten wird eine Farbänderung beobachtet.